Наиболее распространённым перевязочным материалом является марля и вата. Марля – лёгкая, прозрачная ткань, которая изготовляется из пряжи. Марля применяется в хирургии со времён Листера. Для медицинских целей применя- ется более очищенная, отбеленная марля, обладающая хорошей гигроскопич- ностью, капиллярностью. Из марли изготовляются различных размеров бинты, салфетки, тампоны, турунды, тупфера (шарики) и т.д. Марлевые салфетки Микулича применяются для отгораживания операционного поля, органов, осушивания раны от крови и гноя, для остановки кровотечения, отсасывания раневого отделяемого и для повязок. Вата – отбеленный, обезжиренный, прочёсанный хлопок, который обладает гигроскопичностью, хорошо впитывает раневое отделяемое, кровь, гной. Редко применяется лигнин (от латинского слова lignum – дерево), изготовляется из древесины путём механической и химической обработки. Выпускается в виде пачек, состоящих из гофрирован -ных тонких листов, которые обладают хорошей гигроскопичностью.

Перевязочный материал и операционное бельё должны стерилизоваться. Операционное бельё (халаты, простыни, полотенце, пелёнки, шапочки, колпаки, косынки и другие предметы) изготовляется из хлопчатобумажной ткани и для их стерилизации требуется много времени. Перевязочный материал укладывают в металлические, покрытые никелем барабаны (биксы) Шиммельбуша, которые бывают различных размеров и форм. Бикс имеет плотно закрывающуюся крышку, а в боковых стенках его имеются отверстия для проникновения пара. Отверстия могут быть закрыты и открыты широким металлическим ободком, приводимым в движение рычагом. Металлический ободок также имеет отверстия, которые могут устанавливаться напротив отверстия цилиндра со стерильным материалом и при движении рычагом закрывать их. Бельё помещают в автоклав в узлах из простыни, наволочках. Размещение материала в узлах и барабанах производится рыхло. Стерилизация производится в автоклавах. Раньше стерилизация производилась путём обработки материала в автоклавах текучим паром при температуре 100º С. Пар пропускался через внутренний цилиндр, в который закладывался материал, сверху вниз и выходил наружу через специальную отводную трубку. Этот метод не надёжный, так как спороносные бактерии (столбняк, сибирская язва и др.) гибнут только при температуре выше 120ºС. Поэтому в настоящее время применяется стерилизация операционного и перевязочного материалов в автоклавах паром под давлением в 1,5 – 2 атмосферы при температуре 120-132°С. Источником тепла для этих автоклавов является электричество, при отсутствии которого применяются газ, примус. Высокое давление способствует проникновению пара в биксы (барабаны), узлы, через все слои сложенного в них операционного и перевязочного материалов и белья. В этих условиях гибнут все патогенные микробы и их споры. При давлении в 2 атмосферы стерилизация продолжается 30 минут, при давлении 1,5 атмосферы стерилизация продолжается 45 минут. При повышении давления выше 2-х атмосфер в автоклаве автоматически открывается предохранительный клапан, который выпускает пар и предупреждает возможность взрыва. Стерилизацию в автоклаве проводит медицинский персонал, обычно операционные сестры, прошедшие специальную подготовку. Надежность стерилизации периодически проверяется путём посевов с материала на питательные среды (бактериоло- гический контроль). При каждой стерилизации среди материала помещаются пробирки с серой, которая плавится при температуре 120º С и превращается из порошка в сплав. Проба Микулича: на полоске бумаги пишут «стерилизовано». Бумажку густо покрывают крахмальным клейстером, подсушивают, проводят через люголевский водный раствор; от соприкосновения йода с крахмалом бумага приобретает тёмно – синий цвет и написанное слово становится невидимым. В автоклаве под влиянием паров при температуре выше 100ºС бумажка обесцвечивается и слово «стерилизовано» становится видным.

Проба с серой и бактериологический контроль стерильности более надёжны, чем проба Микулича.

Стерилизация инструментария. Хирургические инструменты изготовляются из нержавеющей стали с никелированной поверхностью. Стерилизация инструментов производится путём кипячения в металлических ящиках – стерилизаторах в 2% растворе соды. Меньше всего накипи получается при кипячении в дестиллированной воде. Вода доводится до кипения при помощи электричества, газа, примуса, керосинки и т.д. Сложные инструменты стерилизуют в разобранном виде. Инструменты кипятят 30 минут, при подозрении на загрязнение анаэробами кипятят 45 минут.

При кипячении режущий и колющий инструментарий притупляется, поэтому скальпели, ножи, ножницы, иглы перед кипячением завёртывают в вату или их вообще не кипятят, а стерилизуют погружением в 96º спирт в течение 2-х часов. Хирургические инструменты можно стерилизовать и в автоклаве в течение 30 минут при давлении 1,5 атмосферы. Инструменты, загрязнённые гноем, кишечным содержимым стерилизуют дробно, т.е. кипятят 3 раза по часу с перерывами в 6 часов. При таком способе стерилизации погибают не только бактерии, но и их споры. Инфицированные инструменты не следует смешивать с чистыми инструментами, их надо стерилизовать раздельно. Стеклянную или фарфоровую посуду, шприцы стерилизуют кипячением в течение 15 минут. В настоящее время для профилактики ВИЧ – инфекции в хирургических отделениях пользуются исключительно одноразовыми шприцами и системами для внутривенных вливаний.

Цистоскопы, другие оптические приборы, мочеточниковые катетеры и бужи стерилизуют в парах формалина в течение 24-х часов. Для этого пользуются большими стеклянными банками с притёртыми пробками; на дно банки кладут таблетки формальдегида, которые выделяют пары формалина. В верхней части на специальной сетке подвешивают цистоскопы, катетеры и другие инструменты. Перед употреблением эти инструменты обмывают стерильным физиологическим раствором хлорида натрия.Можно стерилизо- вать эти инструменты и следующим способом: моют водой с мылом, высуши- вают, помещают на 10 минут в 96º спирт таким образом, чтобы окуляр (оптическая часть) находился вне спирта. После этого прибор опускают на 5 минут в раствор цианистой ртути, протирают спиртом и эфиром, после чего он готов к употреблению. Оппенгеймер предложил стерилизовать мочеточни- ковые катетеры в растворе оксицианистой ртути 1:2000 в течение 6 часов.

А.Н. Михельсон предложил шелковые, эластические бужи и катетеры стерилизовать в растворе сулемы 1:1000 в течение 30 минут.

Стерилизация резиновых изделий. Резиновые катетеры, дренажные трубки стерилизуют таким же путём, как и металлические инструменты – кипячением в течение 25 – 30 минут. Резиновые перчатки после проверки их целости наливанием воды или раздуванием воздухом высушивают и засыпают тальком, завёртывают в марлю и стерилизуют в автоклаве вместе с перевязоч- ным материалом в течение 30 минут при 1,5 атмосферах. При стерилизации в автоклаве перчатки быстро портятся, рвутся, поэтому пользуются и другими способами их стерилизации: а) 15 – минутное кипячение в воде;

б) 15 – минутная стерилизация в 2% растворе хлорамина; в) 30 – 60 минутная стерилизация в растворе сулемы 1:1000. Перед употреблением перчатки высушивают стерильным полотенцем и изнутри пересыпают стерильным порошком талька. Надетые резиновые перчатки обрабатывают 96º спиртом в течение 3–х минут. Перчаточный сок, попадающий в рану при проколе, разрыве перчатки, содержит патогенные бактерии. Поэтому при проколе или малейшем разрыве перчатку надо заменить новой и снова обрабатывать снаружи 96º спиртом. Кожу рук при смене перчатки также обрабатывают 96° спиртом. В настоящее время в хирургической практике в целях профилактики ВИЧ-инфекции используются только одноразовые стерильные резиновые перчатки.

Стерилизация шовного материала. Для сшивания различных тканей применяют шёлк, кетгут, волос, капрон, танталовые скрепки, серебряную проволоку, льняные и бумажные нити и т.д. Волосы применяются редко, только лишь при пластических операциях на лице. Стерилизация шовного материала имеет целью предупреждение имплантационной инфекции.

Стерилизация шёлка. Шёлк применяют кручёный и плетёный. Плетёный шёлк прочнее. В зависимости от толщины щёлк делится по номерам от 00 до 16 (чем больше номер, тем толще шёлк).Метод Кохера. Мотки шёлка моют в тёплой воде с мылом, затем высушивают. Шёлк наматывают на катушки стерильными руками и опускают в стеклянную банку с эфиром на 24 часа для обезжиривания. Извлекают из эфира стерильным пинцетом и опускают в стеклянную банку с 70º спиртом на 24 часа. Затем извлекают из спирта и кипятят в растворе сулемы 1:1000 в течение 10 минут. Операционная сестра в стерильном халате, маске, стерильными руками переносит шёлк из раствора сулемы в банку с 96º спиртом, где он хранится до употребления. Перед употреблением шёлк кипятят в растворе сулемы 1:1000 в течение 2-х минут. Другие способы стерилизации шёлка подробно разбираются на практических занятиях. Шёлк можно надёжно стерилизовать и в автоклаве, но при этом прочность шёлка снижается. В последние годы в хирургической работе применяется стерильный ампульный шёлк, который изготовляется и стерилизуется в заводских условиях. Бумажные и льняные нити стерилизуют так же, как и шёлк, но чаще стерилизуют в автоклаве, т.к. от этого их прочность не снижается.

Стерилизация капрона. Капроновую нить стерилизуют кипячением в течение 20 минут. Она просто приготовляется, прочная, ткани организма слабо реагируют на неё. Недостатки: узел может развязаться, поэтому капроновую нить следует завязывать тремя узлами.

Стерилизация кетгута. Кетгут в переводе с английского языка означает «кишка кошки». Изготовляется из серозного и мышечного слоёв кишок овец. Производство кетгута сложное дело, т.к. кишечник сильно инфицирован патогенными бактериями и добиться абсолютной стерильности кетгута не легко. Особую опасность представляют спороносные микробы (столбняк, сибирская язва и др.).1. Способ Ситковского – сухой способ стерилизации кетгута в парах йода. Кетгут помещают в эфир на 24 часа. Затем нити кетгута протирают марлевым тампоном, смоченным в растворе сулемы 1:1000. После опускают в 2% водный раствор Люголя. В заводских условиях кетгут стерилизуют γ – лучами, в последние годы в хирургической практике используют именно такой кетгут. Стерилизация кетгута в больничных условиях производится химическим способом. Для обезжиривания свёрнутые колечки кетгутовых нитей помещают в герметически закрывающиеся банки с эфиром на 24 часа. При стерилизации по Клаудиусу эфир из банки сливают, колечки кетгута заливают на 10 суток водным раствором Люголя (10г чистого йода, 20г – йодида калия, 1000 мл – дистиллированной воды). Затем заменяют раствор Люголя свежим и оставляют в нём кетгут ещё на 10 суток. После этого раствор Люголя заменяют 96% спиртом. Через 6-10 суток производится посев кетгута на стерильность. По методу Губарева стерилизация кетгута осуществляется в спиртовом растворе Люголя (чистого йода и йодида калия – по 10г, 96% спирт 1000мл). После обезжиривания эфир сливают и кетгут заливают спиртовым раствором Люголя на 10 суток, после замены раствора новым кетгут оставляют в нём ещё на 10 суток. После бактериологического контроля при благоприятных результатах разрешают использование кетгута.

Стерилизация протезов, конструкций, сшивающих материалов, имплантатов. Металлические конструкции (скобки, клипсы, пластинки, проволоку, винты, шурупы, спицы) стерилизуют при высокой температуре в сухожаровом шкафу, автоклаве, кипячением. Сложные протезы, состоящие из металла, пластмасс (клапаны сердца, суставы) стерилизуют химическими антисептическими средствами (например, в растворе хлоргексидина) или в газовых стерилизаторах. Протезы из лавсана, капрона и других синтетических материалов (сосуды, клапаны сердца, сетку для укрепления брюшной стенки при грыжесечении и др.) стерилизуют кипячением или помещая их в антисептические растворы. Протезы, стерилизованные в антисептическом растворе, тщательно промывают стерильным изотоническим раствором хлорида натрия перед имплантаций в организм человека.

Госпитальная инфекция – болезни или осложнения заболеваний и операций, связанные с инфицированием больных в хирургическом стационаре. Первичным источником инфекции являются больные с гнойными заболевани- ями. Микроорганизмы через предметы, воздух, бельё переходят в хирурги -ческом отделении от одного больного к другому. Чаще встречаются стафило- кокк, кишечная палочка, протей, клебсиелы, синегнойная палочка. Микробная флора отличается высокой устойчивостью к антибактериальным средствам. У ослабленных, оперированных больных эта микрофлора вызывает развитие гнойных осложнений. Возможно развитие массового заболевания (осложне- ния) – вспышка госпитальной инфекции. Для борьбы с госпитальной инфекцией большое значение имеют строгий санитарно – гигиенический режим, тщательная санитарная обработка, сокращение сроков до - и послеоперационного пребывания больных в стационаре, рациональная антибактериальная терапия.

Профилактика ВИЧ – инфицирования в хирургии. Распространение СПИДа среди населения создаёт угрозу заражения персонала хирургических стационаров, контактирующего с кровью инфицированных пациентов во время операций, перевязок, внутривенных вливаний, инъекций, пункций, взятия крови для исследования при диагностических процессах и т.д.

Профилактические мероприятия предусматривают своевременное выявление инфицированных больных, для чего всех пациентов хирургических стационаров обследуют на ВИЧ – инфекцию. Экстренное исследование крови на антиген ВИЧ позволяет подтвердить или отвергнуть диагноз у подозри -тельных на ВИЧ – инфицирование больных. Приказ МЗ СССР №86 от 30.08.1989г. предусматривает соблюдение персоналом хирургических стационаров правил личной безопасности, работа в резиновых перчатках при выполнении любых манипуляций, контакте с кровью и биологическими жидкостями больных. Во время операции у ВИЧ – инфицированных больных хирургам необходимо одевать специальные маски и очки. При попадании крови, биологических жидкостей на различные предметы, кожу и слизистые оболочки необходима обработка их антисептиками. Хирургические инструменты после использования замачивают в 3% растворе хлорамина в течение 30 минут или 6% растворе перекиси водорода в течение 90 минут с последующей предстерилизационной обработкой. Для профилактики ВИЧ – инфекции большое значение имеет широкое применение одноразовых шприцев, инструментов, систем для внутривенного вливания лекарственных средств и растворов.

             Лекция №4. Анестезиология. Общее обезболивание.

                Местная, спинномозговая и перидуральная анестезия.

В настоящее время проблема обезболивания выделилась в самосто- ятельную область медицинской науки – анестезиологию (от греческих слов – an – отрицательная частица, аesthesis – ощущение, logos – наука).

Анестезиология – наука об обезболивании и методах защиты организма больного от отрицательных воздействий оперативного вмешательства.

Задача врача – анестезиолога заключается в устранении болевых ощущений, выявлении причин нарушений физиологических реакций у оперируемого больного, своевременном их предупреждении и устранении.

Анестезиология – область клинической медицины, занимающаяся обезболиванием и управлением жизненно важными функциями организма во время операции, а также при угрожающих жизни критических состояниях. Анестезиология тесно связана с реаниматологией. Основной задачей современ- ной анестезиологии является обеспечение безопасности больного на всех этапах хирургического лечения путём предупреждения или снижения реакции организма на операционную травму и восстановление нарушенных функций организма. Анестезиология делится на общую и частную. Общая анестезио- логия разрабатывает теоретические основы общего и местного обезболивания, подготовки больного к обезболиванию, методы анестезии, клиническое тече-ние наркоза, патологическую физиологию нарушений жизненно важных функций, возникающих во время операции и наркоза, методы их лечения; механизм действия наркотических средств, применяемых для анестезии, мышечной релаксации и нейролептаналгезии. Частная анестезиология рассматривает вопросы выбора метода обезболивания в зависимости от особенностей состояния больного, характера и объёма оперативного вмеша- тельства. История обезболивания. Для избавления больного от болей во время операции на заре развития хирургии прибегали к различным методам: вызывали потерю сознания больного путём кровопускания, дачей больших доз наркотических средств, сдавлением крупных сосудов на шее и нервных стволов, вызывали местное охлаждение тканей льдом, снегом.

В Древнем Китае, Египте, Греции, Риме применяли корень мандрагоры, дурман, индийскую коноплю, экстракты белладонны, алкоголь, опий и другие вещества, которые вводили внутрь в виде настоев, отваров, а также с помощью клизм. Эти методы не оказывали достаточного обезболивания и нередко приво- или к опасным для жизни осложнениям. В 1844 году зубной врач Г. Уэлс (США) открыл наркотические свойства закиси азота (веселящего газа) и начал применять его при операциях. В 1846 году зубной врач У.Т. Мортон по пред- ложению химика Ч.Джексона использовал для наркоза эфир. В 1844 году была опубликована статья Я.А. Чистовича «Об ампутации бедра при посредстве серного эфира». Следовательно, первооткрывателями наркоза являются У.Т. Мортон, Г.Уэлс и Я.А. Чистович. В России в 1847 году Ф.И. Иноземцев применил эфирный наркоз через 4 месяца после У.Т. Мортона. Уоррен впервые в 1846 году произвёл операцию удаления опухоли шеи под эфирным наркозом. Открытие эфирного наркоза явилось величайшим событием в хирургии. В России впервые эфирный наркоз применил Н.И. Пирогов в 1846 году во время операции ампутации молочной железы по поводу рака. Н.И. Пирогов в 1847 году впервые в мире применил эфирный наркоз в военно – полевой обстановке во время Кавказской войны в Дагестане при осаде аула Салты в Гунибском районе. В 1847 году английский хирург и акушер Джеймс Юнг Симпсон впервые применил в качестве наркотического средства хлороформ, который показал себя намного токсичнее эфира и в настоящее время хлороформ почти не применяется. В 1902 году фармаколог Н.П. Кравков предложил, а в 1909 году С.П. Фёдоров впервые применил в клинике внутривенный гедоналовый наркоз, известный в литературе под названием «русский наркоз». В настоящее время внутривенный наркоз применяется широко, как вводный наркоз. Недостатки общего обезболивания побуждали изыскивать методы местного обезболивания. Наибольшее распространение получила нейролептаналгезия (НЛА), позволяющая проводить операции с достаточной степенью обезболивания без глубокой депрессии ЦНС. Анестезия поддерживалась введением внутривенно фента- нила, дроперидола и эндотрахеально закиси азота с кислородом.

В 1902 году французским учёным Лемоном предложен электронаркоз, используемый в настоящее время в акушерской практике. В 1879 году Анреп открыл анестезирующие свойства кокаина. В 1905 году Эйхорн (США) ввёл в практику новокаин как средство для местной анестезии. Огромны заслуги

 А.В. Вишневского и его учеников, которые внедрили в практику местную анестезию по методу ползучего инфильтрата. В 1899 году были разработаны методы спинномозговой анестезии (Бир) и перидуральной анестезии. Впервые при наркозе в 1942 году канадский анестезиолог Гриффит применил мышечные релаксанты – курареподобные препараты, а в России - П.А. Куприянов в 1947 году. Большое значение для развития отечественной анестезиологии и реаниматологии имел приказ МЗ СССР № 287 от 14.IV.1966 года «О мерах по дальнейшему развитию анестезиологии и реаниматологии в СССР». Предусматривалась организация круглосуточных дежурств анестезиологов в больницах, осуществляющих экстренную помощь, организация самостоятельных кафедр анестезиологии и реаниматологии в медвузах и ГИДУВАХ. Основой современной анестезиологии является комбинированное обезболивание.

Классификация методов обезболивания: 1.общее обезболивание (ингаляционный и неингаляционный наркоз).2.спинномозговая анестезия.3.перидуральная анестезия.4.проводниковая анестезия.5. местное обезболивание. Общее обезболивание (наркоз) – состояние торможения ЦНС, сопровождающееся отсутствием сознания, чувствительности, движений, условных и некоторых безусловных рефлексов. Классификация наркоза:

1. Фармакодинамический наркоз;2. гипнотический наркоз; 3. электронаркоз (воздействие на ЦНС электрическим током). В зависимости от путей введения наркотических веществ в организм различают: 1. ингаляционный наркоз; 2. неингаляционный наркоз (ректальный, внутривенный, внутримышечный, подкожный и др.). В зависимости от состава вводимых наркотических средств различают:1.чистый наркоз (вводят одно наркотическое средство); 2.смешанный наркоз (одновременно вводят два или больше наркотических средств); 3. Комбинированный (многокомпонентный) наркоз, когда начинают наркоз одним веществом, а затем вводят другое вещество, а после наступления наркозного сна – дают третье вещество, например, эфир. 

При комбинированном обезболивании применяется несколько видов наркоза: 1. Вводный (базисный) наркоз – дают больному для быстрого усыпления без периода возбуждения и уменьшения количества основного наркотического вещества (например, внутривенный гексеналовый или тиопентал – натриевый наркоз); 2. поддерживающий (главный или основной наркоз), который применяется на протяжении всей операции.3.дополнитель-

ный наркоз – для усиления действия поддерживающего основного наркоза вводят дополнительно другое наркотическое вещество. Например, главный наркоз – закись азота, периодически добавляемый фторотан – дополнительный наркоз. По продолжительности действия различают: 1. полный наркоз, который применяют при длительных операциях; 2. неполный наркоз (или рауш – наркоз, оглушение) – используемый при кратковременных оперативных вмешательствах – вскрытие абсцесса, вправление вывиха и т.д.

Теории наркоза. 1. Липоидная теория (Меер и Овертон, 1889 – 1901г.г.) - наркотические вещества растворяют жиры, ткани головного мозга и вызывает состояние наркоза. 2. Абсорбционная теория (Траубе, 1904г.; Варбург и Лилл, 1905 – 1916г.г.) наркотические средства адсорбируются (оседают, поглощают- ся) на поверхности клеток, нарушают обмен веществ и жизнедеятельность клеток и тканей. 3. Теория проницаемости (Гебер, 1924г.) – наркотики изменяют проницаемость клеточных мембран, вследствие этого меняется электрический потенциал клетки, исчезает возбудимость, что проявляется состоянием наркоза. 4. Теория нарушения окислительных процессов (теория удушения Ферворна, 1903 – 1912г.г.) – асфиксия клеток головного мозга

вызывает состояние наркоза (Макинтош).5. Кортико – висцеральная теория наркоза основана на работах Н.И. Пирогова, И.М. Сеченова, И.П. Павлова, Н.Е. Введенского, В.С. Галкина и других учёных, которые рассматривают наркоз как общую физиологическую реакцию организма, в первую очередь коры головного мозга, на введение наркотического вещества. И.П. Павлов рассматривал наркоз как торможение коры головного мозга и подкорковых мозговых центров под влиянием наркотических веществ. Н.И. Пирогов в 1847 году высказал мысль: «Наэфированная кровь действует на головной мозг первичным, на другие части нервной системы вторичным образом».

Ингаляционный наркоз -  вызывается введением наркотического вещества через дыхательные пути. Для этого применяют жидкие летучие вещества (эфир, хлорэтил, фторотан, хлороформ, винэтен и др.) и газообразные вещества (закись азота, циклопропан, нарцилен, этилен и др.).

Жидкие наркотические вещества для ингаляционного наркоза.

Эфир для наркоза – Aether pro narcosi – бесцветная прозрачная летучая жидкость со своеобразным запахом. Температура кипения 35ºС. Под влиянием света и воздуха эфир разлагается, хранится в тёмной, герметически закупорен- ной стеклянной посуде. Эфир легко воспламеняется, пары его в смеси с возду- хом и кислородом взрывоопасны. В связи с этим применение эфира при откры- том огне очень рискованно. Для наркоза применяют особо очищенный эфир, однако при хранении он может разложиться и образовать ядовитые вещества, поэтому перед употреблением необходимо сделать пробу на чистоту эфира.

Хлороформ - Chloroformium pro narcosi – трихлорметан – бесцветная прозрачная жидкость. Температура кипения 60 - 62ºС. Под влиянием света и воздуха разлагается с образованием соляной кислоты, хлора и фосгена. Пары хлороформа не воспламеняются. Хранят в тёмной, герметически закупоренной посуде. Хлорэтил - Aethyli chloridum - бесцветная прозрачная летучая жидкость со специфическим запахом. Точка кипения 12 – 12,5ºС. Чистоту хлорэтила проверяют смачиванием лакмусовой бумажки. Появление красного цвета свидетельствует о загрязнении препарата. Применяется для кратковре- менного рауш – наркоза и для местного «замораживания» тканей. Хранят в стеклянных запаянных ампулах или в ампулах со специальным герметическим затвором по 15 – 30 мл. Фторотан  – прозрачная жидкость, не взрывается, не воспламеняется, обладает сильным наркотическим действием при концентра-ции ниже 2%. Требуется точная дозировка. Обезболивающее действие фторо- тана в 4 раза сильнее эфира и в 2 раза сильнее хлороформа. При большой концентрации фторотана наступает остановка сердца. Пентран - бесцветная прозрачная жидкость со специфическим запахом, не взрывается, не воспла- меняется. Температура кипения 105ºС. Сильное наркотическое средство, чем эфир и фторотан. Хирургическая стадия наркоза наступает при концентрации 1,5 – 2 объёмных %, для поддержания наркоза достаточно 0,5 – 0,8 объёмных %. Хранят в тёмной, герметически закупоренной посуде. Трихлорэтилен (трилен) - бесцветная прозрачная летучая жидкость со своеобразным запахом. Температура кипения 88ºС. Под воздействием света и воздуха разлагается с образованием токсических продуктов. Сильное наркотическое средство, наркоз наступает при 2 – 3 объёмных %. Применяется при кратковременных опера-

циях. Хранят в тёмной герметичной посуде, в прохладном месте.