Микробиологические методы имеют реша­ющее значение в постановке этиологического диагноза оппортунистических инфекций, в выработке рациональной схемы терапии и в предупреждении развития вторичных случаев заболевания.

Микробиологические исследования при за­болеваниях, вызванных УПМ, направлены на выделение не одного, а нескольких основных микробов, находящихся в исследуемом мате­риале, а не на индикацию одного специфичес­кого патогена, как это принято при заболева­ниях, вызванных патогенными микробами.

Основным методом микробиологической диагностики оппортунистических инфекций является кулыпуральный метод, заключаю­щийся в посеве на искусственные питатель­ные среды материала от больного для вы­деления и идентификации чистых культур возбудителей.

При использовании этого метода следует учитывать:

• в материале от больного, как правило, присутству­ет ассоциация микробов, в которую входят как возбу­дители заболевания, так и заносные из других органов и внешней среды виды, а также микробы, которые могут попасть в материал при его заборе и доставке;

• количественный и видовой состав микрофлоры варьирует у разных больных и меняется в процессе болезни, особенно при использовании антибактери­альных препаратов.

Достоверность бактериологического исследования зависит от: правильного забора материала от больно­го; применения эффективного набора дифференци­ально-диагностических и селективных питательных сред; использования количественного посева матери­ала; этапности идентификации выделенных чистых культур (семейство, род, вид и, в необходимых случа­ях, вариант); определения свойств, указывающих на патогенность культур и их принадлежность к госпи­тальным штаммам.

Обязательным должно быть определение чувствительности культур к антибиотикам и

другим антимикробным химиотерапевтичес-ким препаратам, а также свойств культур, не­обходимых для эпидемиологического анализа (эпидемиологических меток) — фаговара, се-ровара, резистенсвара и др.

С целью определения смены возбудителей и изменения их свойств исследования материала следует проводить через каждые 5-7 дней.

Микроскопический метод позволяет выявлять в мазках патологического материала бактерии только в случае их массивного содержания (10⁵ и более КОЕ/мл) и из-за близости морфологии бактерий дает возможность только ориентиро­вочно судить о возбудителе, относя его к круп­ным таксонам (палочки, кокки, спирохеты, грамположительные или грамотрицательные и т. п.). Результаты микроскопии могут быть ис­пользованы при выборе питательных сред для дальнейшего выделения возбудителя. В ред­ких случаях микроскопически удается опре­делить род или даже вид возбудителя, если он имеет характерную морфологию (клостридии, фузобактерии). В идентификации грибов и простейших возможности микроскопического метода несколько шире. Введение в практику иммунофлюоресцентного метода расширяет возможности микроскопического метода, но и в этом случае он не может заменить бакте­риологический метод, поскольку не позволяет определить чувствительность возбудителя к химиотерапевтическим препаратам и ряд дру­гих, необходимых для практики свойств.

Серологический метод имеет вспомогатель­ное значение. С помощью его не удается ус­тановить спектр и уровень активности анти­микробных препаратов по отношению к воз­будителю болезни и провести внутривидовое типирование. Возможности серологического метода ограничивает выраженная мозаичность антигенной структуры многих УПМ, нали­чие к ним антител у здоровых людей и слабая выраженность иммунного ответа на антигены УПМ. Тем не менее при затяжных и хрони­ческих формах болезни серологический метод иногда позволяет установить этиологию болез­ни. Серологические реакции ставятся с парны­ми сыворотками крови больного и аутокулыу-рой; результат оценивается по сероконверсии в 4 раза и более. Перспективны серологические методы количественного выявления видовых и

типовых антигенов возбудителя в очаге пора­жения, а также в биологических жидкостях — крови, слюне, моче. Однако техника постанов­ки таких реакций и критерии этиологического диагноза пока не отработаны. На сегодняшний день слабо разработаны диагностические пре­параты, основанные на иммунных реакциях (иммуноферментный анализ, иммунофлюо-ресцентные диагностикумы, моноклональные антитела) к микробам-оппортунистам.

Биологический метод обычно не используется из-за неспецифичности клинической картины, вызываемой УПМ у лабораторных животных, и содержания в патологическом материале мик­робных ассоциаций, которые при заражении животных претерпевают изменения.

Аллергологический метод, в связи с отсутс­твием сенсибилизации или ее малой специ­фичностью, не используется.

20.7.1. Правила забора, хранения и транспортировки материала

Результаты микробиологической диагнос­тики зависят от правильного выбора материла и соблюдения условий его забора, доставки, хранения и обработки.

1. Вид материала определяется клиничес­кой картиной заболевания, т. е. он должен соответствовать локализации предполагаемо­го возбудителя с учетом патогенеза болезни. Например, при бронхолегочных заболеваниях для исследования берут мокроту, при заболе­ваниях мочевыделительной системы — мочу, в случае отсутствия или неясности локальных очагов — кровь.

2. Количество материала должно быть до­статочным для проведения исследования и его повторения в случае необходимости. Например, при исследовании крови берут 5—10 мл крови.

3. Материал берут, по возможности, в на­чальном периоде болезни, так как именно в этот период возбудители выделяются чаще, их больше, они имеют более типичную ло­кализацию. Ранний этиологический диагноз предполагает более раннее и, следовательно, более эффективное лечение и профилактику новых случаев болезни.

4. Забор материала должен осуществляться до начала антибактериальной терапии или через

определенный промежуток времени после ее назначения, необходимый для выведения препа­рата из организма (большинство антибиотиков практически через 8— 10 ч после введения уже вы­водится из организма). Если антибактериальная химиотерапия начата, то ее при необходимости и без ущерба для больного надо прервать на 1—2 дня, а потом производить забор материала. Так же поступают при повторных исследованиях.

5. Материал необходимо брать непосредс­твенно из очага инфекции или исследовать соответствующее отделяемое (гной из фисту­лы, мочу, желчь и пр.).

6. Забор материала проводить во время на­ибольшего содержания в нем возбудителей болезни: например, кровь для выделения ге-мокультуры в начале озноба, при повышении температуры и т. п.

7. Необходимо предупредить возможную контаминацию материала нормальной мик­рофлорой больного и микробами окружаю­щей среды. Для этого забор материала должен проводиться в асептических условиях, в про­цедурном кабинете, в перевязочной или малой операционной стерильным инструментарием в стерильную посуду. Пути, через которые вы­деляется или берется материал, должны быть максимально освобождены от нормальной микрофлоры. Для избежания контаминации материала нормофлорой при взятии материа­ла на исследование из полостей тела и полых органов адекватный для забора материала до­ступ к этим органам осуществляется путем пункции их через кожные покровы.

8. Следует предупредить возможность попа­дания в материал антимикробных препаратов (дезинфектантов, асептиков, антибиотиков), исключить контакт с металлами, обладающи­ми олигодинамическим действием, с ватой, содержащей свободные жирные кислоты.

9. Любой клинический материал должен рассматриваться как потенциально опасный для человека. Поэтому при его заборе, хра­нении, доставке, обработке во избежание за­ражения должны соблюдаться такие же меры техники безопасности, как в бактериологи­ческой лаборатории.

10. Транспортировку клинического образца
в лабораторию следует производить в макси­
мально короткие сроки.

При длительном хранении материала происходит гибель наиболее требовательных к питательным ве­ществам видов микробов, начинают размножаться менее требовательные и быстрорастущие виды, что приводит к нарушению количественного соотноше­ния видов и дезориентирует врача-микробиолога при интерпретации полученных результатов. Если мате­риал нельзя немедленно отправить в лабораторию, хранить его следует в холодильнике или использовать специальные транспортные среды. Клинические об­разцы для культивирования облигатных анаэробов следует транспортировать в лабораторию, максималь­но защищая их от воздействия кислорода воздуха.

11. К клиническому образцу, направляемому в лабораторию, прилагают сопроводительный доку­мент, содержащий основные сведения, необходи­мые для проведения микробиологического иссле­дования (характер материала, Ф.И.О. больного, название учреждения или отделения, номер исто­рии болезни, предположительный диагноз заболе­вания, предшествующая антимикробная терапия, дата и время взятия материала, подпись врача, направляющего материал на исследование).

12. В процессе транспортировки материал следует оберегать от действия света, тепла, холода, механических повреждений. Лучше всего материал доставлять в специальных ме­таллических контейнерах, которые удобно очищать и обеззараживать. Нельзя отправ­лять материал в лабораторию с больными или случайными людьми.

13. После исследования остатки материала подлежат уничтожению (автоклавированию или сжиганию), а посуда, контейнеры, инс­трументы — обеззараживанию.

20.7.2. Обобщенная (типовая) схема выделения возбудителей оппортунистических инфекций 1-й день

1. Забор и доставка материала в лабораторию (см. разд. 20.7.1 «Правила забора, хранения и транспорти­ровки материала»).

2. Обработка материала с целью его гомогенезации и концентрации (в необходимых случаях).

3. Приготовление и окраска мазка по Граму. В необходимых случаях, например при подозрении на присутствие в материале простейших, грибов, хлами-дий, микобактерий и т. п., дополнительно применяют специальные методы окраски.

4. Приготовление разведений патологического ма­териала от 10~1 до 10⁶ в теплом растворе хлорида натрия 0,5% с 0,01% желатина (для предупреждения осмотического шока бактерий)

5. Высев 0,1 мл материала из разведений на чашки Петри с питательной средой газоном (на три чаш­ки из каждого разведения). В стандартный набор питательных сред желательно включить желточно-солевой агар (для стафилококков), среду Эндо или эозинметиловый агар (для энтеробактерий), кровя­ной агар (для стрептококков и ряда других требова­тельных к питательным средам видов), среду Сабуро (для грибов), среду для контроля стерильности или другие среды для анаэробов. В случаях, когда имеют­ся указания на вероятный возбудитель (клиническая симптоматика, вид патологического материала, ре­зультаты микроскопии), должны быть использованы более селективные среды.

2-й день

1. Определение характера роста на питательных средах.

2. Подсчет количества колоний каждого типа на чашках с посевом разведений патологического мате­риала и расчет бактериальной обсемененности мате­риала по формуле

X КОЕ = N х ПД х СР,

где N — число колоний; ПД — посевная доза; СР — степень разведения. Микроскопия мазков по Граму из всех выросших типов колоний.

3. Отсев на среду накопления с колоний различных типов. Для повышения достоверности исследования желательно отсевать 2—3 колонии одного типа. Эта мера вызвана гетерогенностью популяции: она удо­рожает исследование, но зато резко повышает его достоверность.

4. Ускоренная идентификация (при наличии мето­дов и возможностей).

3-й день

1. Установление «чистоты» культуры на средах на­копления путем просмотра характера роста под бино­кулярной лупой и микроскопией мазка.

2. Идентификация чистых культур. Тесты иденти­фикации зависят от предполагаемого вида или рода выделенной культуры. Она проводится с помощью об­щепринятых методик или автоматизированных систем.

3. Определение чувствительности выделенных культур к антибиотикам и, в необходимых случаях, к антисептикам.

4—5-й день

1.Учет результатов тестов, использованных для идентификации.

2. Оформление заключения (семейство, род, вид выделенных культур; обсемененность материала КОЕ/мл или КОЕ/г; антибиотикограмма; этиологи­ческая значимость выделенных культур и состав их популяций).

3. По клиническим и эпидемиологическим показате­лям определяют факторы патогенности и эпидемиоло­гические маркеры (фаго-, серо-, резистенс-, бактерио-циновары и др.) у этиологически значимых культур.

20.7.3. Критерии этиологической значимости выделенной чистой культуры

Для установления этиологической роли патогенных микробов достаточно выделения микроба из материала от больного (независи­мо от количества), обнаружения в сыворотке крови специфических антител в диагности­ческом титре или сероконверсии в ходе бо­лезни в 4 раза и более, наличия корреляции между выделенным микробом и клинической картиной болезни. Вспомогательное значе­ние имеют результаты биопробы и аллерголо-гического метода диагностики.

Критерии этиологической роли УПМ более сложны и менее надежны. К ним относятся:

1. Выделение возбудителя из исследуемого материала. Этот критерий имеет решающее значение при выделении микроба из крови и спинномозговой жидкости. При остальных нозологических формах он самостоятельного значения не имеет, если даже выделена моно­культура. Отрицательный результат исследо­вания не является основанием для отрицания инфекционной природы болезни, так как он может быть обусловлен методическими при­чинами. В этом случае инфекционная при­рода болезни устанавливается на основании клинических данных с повторным микробио­логическим исследованием.

2. Численность популяции обнаруженного микроба в пораженном органе, так называемое критическое число, которое рассчитывают на 1 мл исследуемого материала. Обычно за такое «критическое число» для бактерий принимают дозу 10⁵ КОЕ/мл, для грибов и простейших она меньше — 10³—10⁴. Этому критерию придают решающее значение. Следует иметь в виду, что

инфицирующая доза является производной от степени патогенности микроба и уровня восприимчивости организма. Она может быть и значительно меньше, и значительно больше этой величины, так как численность популя­ции возбудителя в процессе болезни меняется: при переходе в хроническую форму, в период выздоровления и ремиссии, в процессе хими­отерапии, в присутствии конкурента она су­щественно снижается. В случае выделения из патологического материала нескольких видов или вариантов микробов в оценке этиологи­ческой роли важное значение имеет установ­ление количественных соотношений ассоци-антов: за ведущего возбудителя в этом случае принимают доминирующую популяцию.

3. В сомнительных случаях, например, при подозрении на микробную контаминацию ис­следуемого материала, внести ясность может повторное, в течение 12—24 ч, исследование этого же материала: выделение того же вида и варианта и в этот раз подтверждает вывод о его этиологической роли.

4. Принадлежность выделенной культуры к больничному штамму или эковару.

5. Обнаружение у выделенной культуры фак­торов патогенности. Ценность этого критерия повышается при выявлении нескольких фак­торов патогенности и, особенно, в достаточно высокой дозе или активности. К сожалению, методы выявления факторов патогенности и оценки их активности отсутствуют или слож­ны и долговременны, что снижает возмож­ность использования этого важного критерия. Кроме того, отсутствие специальных факто­ров патогенности не является основанием для отрицания этиологической роли выделенной культуры, поскольку патогенное действие мо­жет быть обусловлено эндотоксином, который содержится у большинства УПМ.

6. Сероконверсия в сыворотке больного к аутокультуре в 4 раза и более.

7. Выявление прямой корреляции между чувствительностью культуры к антимикроб­ным химиотерапевтическим препаратам и эффективностью терапии.

8. Выделение идентичных культур от груп­пы больных в случае вспышки заболевания.

9. Наличие прямой корреляции между кли­ническим улучшением и уменьшением мас-

сивности или полной элиминацией микро­бной популяции.

Основное значение в установлении этио­логии заболевания имеют первые два крите­рия, остальные — только дополнительное; их наличие указывает на этиологическую роль культуры, отсутствие — не позволяет исклю­чить ее роль в возникновении болезни.

Лечение

Лечение оппортунистических инфекций представляет собой сложную задачу и долж­но проводиться комплексно. Комплексное лечение включает в себя адекватное хирур­гическое вмешательство, проведение раци­ональной антимикробной химиотерапии и иммунотерапии.

Поскольку при оппортунистической ин­фекции нередко образуются гнойные очаги (абсцессы, флегмоны и т. п.), необходима са­нация этих гнойных очагов.

Учитывая широкое распространение сре­ди УПМ множественной лекарственной ус­тойчивости к антибиотикам, назначать эти препараты больным необходимо с учетом ре­зультатов определения антибиотикограммы выделенных от больного возбудителей.

Так как результаты антибиотикограммы приходят в стационар из микробиологической лаборатории через 3—5, а иногда и более суток с момента госпи­тализации больного, то начинать антибиотикотера-пию пациента врачу приходится эмпирически. При невозможности направленной антибиотикотерапии следует отдать предпочтение препаратам широко­го спектра действия. Поскольку многие виды УПМ продуцируют фермент be&-лактамазу, разрушающую be&-лактамное кольцо пенициллинов и цефалоспо-ринов, то хороший терапевтический эффект может быть получен при применении комбинированных препаратов, содержащих блокаторы be&-лактамазы, например, аугментин (амоксиклав) — амоксациллин в комбинации с клавилановой кислотой (блокатор be&-лактамазы). Весьма эффективны при лечении гнойно-воспалительных заболеваний фторхинолоны, обладающие широким спектром действия. При по­лучении результатов определения чувствительности микрофлоры к антибиотикам проводимая больному химиотерапия должна быть скорректирована в соот­ветствии с этими результатами.

Комплексное лечение оппортунистических инфекций включает в себя и иммунотера­пию, если против УПМ, вызвавшего данное заболевание, разработаны соответствующие лечебные иммунобиологические препараты направленного действия. К подавляющему большинству УПМ лечебные иммунобиоло­гические препараты пока не созданы. Однако оппортунистические инфекции развиваются у лиц с пониженным иммунным статусом; при наличии соответствующих клинических показаний и при обязательном контроле па­раметров иммунного статуса таким больным показано проведение иммунокоррекции с применением иммуномодуляторов.

Профилактика

Профилактика оппортунистических ин­фекций проводится в трех направлениях: вы­явление источника инфекции; определение механизмов, путей и факторов передачи; со­стояние восприимчивого коллектива.

Мероприятия первой группы предусматри­вают изоляцию и лечение больных, а также выявление и санацию носителей.

С этой целью в хирургических стационарах раз­личного профиля соблюдается принцип разобщения «чистых» и «гнойных» больных, которые не должны контактировать друг с другом. В больничных учреж­дениях имеются «чистые» и «гнойные» хирургические отделения и операционные. Если стационар распола­гает только одной операционной, то операционный день начинается с выполнения «чистых» плановых операций, а по их завершении начинают оперировать плановых «гнойных» больных. После их окончания операционная тщательно дезинфецируются.

Так как распространение госпитальных штаммов часто связано с носителями, осо­бенно из числа медперсонала больничных уч­реждений, необходимо выявлять и санировать этих носителей. Для этого требуется проводить ежедневный осмотр медперсонала (особенно хирургических и родильных отделений) перед началом работы с целью выявления и отстра­нения от работы лиц с гнойно-воспалитель­ными процессами (гнойничковые поражения кожи рук, катаральные явления в носоглотке и т. п.), а также периодически проводить бакте­риологическое обследование медперсонала на

носительство. Выявленных носителей отстра­няют от работы и подвергают санации.

Мероприятия второй группы направле­ны на разрыв механизмов и путей передачи инфекции, предусматривают организацию и строгое соблюдение санитарно-гигиени­ческого режима в больничных учреждениях, неукоснительное соблюдение медперсоналом правил асептики, антисептики, дезинфекции и стерилизации.

Мероприятия третьей группы направлены на повышение коллективной резистентности людей путем улучшения социально-бытовых условий, применение иммуномодуляторов, адаптогенов или других иммунобиологичес­ких препаратов. При наличии дисбиозов це­лесообразно назначать пробиотики.